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Nicht kaputtzukriegen: Dieses frühe Vortexer-Modell hat mehr als 50 Jahre auf dem Buckel und sorgt noch immer für Wirbel. Foto: U.S. Geological Survey

Der Vortexer gehört zur Grundausstattung des biowissenschaftlichen Labors. In ihm steckt aber mehr als nur ein robuster Mischer.

Was würden Lebenswissenschaftler bloß ohne die auf jeder Bench stehenden Vortexer tun, die ihnen die ständige Schüttelei von Enzym-Assays, PCR-Mischungen, Farbstoff-Reaktion und sonstigen Reaktionsansätzen in kleinen Reaktionsgefäßen oder Vials abnehmen? Allein der Gedanke, diese per Fingerschnipsen oder aus dem Handgelenk heraus manuell schütteln zu müssen, dürfte bei den meisten Alpträume auslösen.

Dass ihnen dies erspart bleibt, ist dem amerikanischen Brüderpaar Jack und Harald Kraft zu verdanken, die in den fünfziger Jahren den ersten Vortexer zusammenschraubten.

Die Konstruktion des Ur-Vortexers, den die Kraft-Brüder 1959 zum Patent anmeldeten, ist genial einfach: Die Antriebswelle eines Elektromotors mit einstellbarer Drehzahl treibt eine zweite Welle an, die über eine Exzenterscheibe mit dem Ende der ersten verbunden ist. Die Längsachsen der beiden Wellen sind hierdurch um wenige Millimeter voneinander versetzt.

Bewährte Mechanik

Setzt sich der Elektromotor in Bewegung, so kreist die Exzenterwelle in diesem Abstand (dem Orbit), um die Längsachse der Antriebswelle. Eine topfförmige ­Gummi-Aufnahme für die Reaktionsgefäße ist über ein Kugellager mit dem Ende der Exzenterwelle verbunden und überträgt die oszillierende Kreisbewegung auf die ­Reaktionsgefäße, sobald diese auf den Gummitopf gehalten werden. Das Kugellager verhindert hierbei, dass sich auch die Gummiaufnahme um die eigene Achse dreht. An dieser bewährten Vortexer-Mechanik hat sich bis heute nichts Wesentliches verändert.

Die beiden Krafts erkannten sehr schnell, dass der Vortexer perfekt dazu geeignet ist, kleine Volumina wässriger Lösungen zu mischen: Die oszillierende Bewegung, die sich auf die Reaktionsgefäße überträgt, löst in den darin enthaltenen Flüssigkeiten winzige Strudel aus, die den Inhalt kräftig verwirbeln und hierdurch mischen.

Die klassische Vortexer-Ausführung ist für die Aufnahme einzelner, mit der Hand in den Gummitopf gehaltener kleiner Eppendorf-Tubes oder mittelgroßer Zentrifugenröhrchen konzipiert. Ein kurzes Antippen des Reaktionsgefäßes auf dem Gummitopf startet in den Standard-Modellen die Vortexbewegung, in einigen modernen Geräten registriert ein Infrarot-Bewegungssensor Gefäße, die sich dem Gummitopf nähern, worauf der Vortexer automatisch loslegt.

Statt der Einzelaufnahme kann man meist auch andere Gummihalterungen auf die Exzenterwelle stecken. Der Phantasie sind hier keine Grenzen gesetzt. In den Zubehör-Shops finden sich Adapter für fast alle Reaktionsgefäße, die sich auf einen Vortexer spannen lassen: Gummiplatten mit mehreren Steckplätzen für unterschiedliche große Tubes, zusätzliche Halterungen, mit denen sich mehrere Falcon-Tubes an den Gummitopf andocken lassen, runde Karussells für die Aufnahme sternförmig liegender Röhrchen und spezielle Spannvorrichtungen, die auch große Gefäße sicher fixieren.

Verschiedene Adapter

Einige Hersteller haben sich auf sogenannte Multi-Tube-Vortexer spezialisiert, die auf einer Plattform ähnlich wie Kreisschüttler verschiedene Gefäße parallel vortexen. In den Plattform-Inserts finden verschiedenste Tubes, Mikrotiterplatten und sogar Erlenmeyerkolben Platz. Besonders stabile und starke Multi-Tube-Vortexer nehmen es mit bis zu acht Kilo schweren Ladungen auf, die sie mit bis zu 2.800 Umdrehungen pro Minute durchschütteln.

In der Regel benutzen Biowissenschaftler Vortexer nur als praktische Schüttelhilfen zum Mischen von Flüssigkeiten und Reaktionsansätzen. Vortexer können jedoch mehr – in einigen Fällen kann man mit ihnen tatsächlich Experimente durchführen, die über das bloße Mischen hinausgehen.

Glaskugel-Aufschluss

Die meisten kennen sicher den Aufschluss von Hefezellen und anderer Mikroorganismen mit Hilfe von Glaskügelchen. Bei diesem mischt man die Zellsuspension in einem kleinen Reaktionsgefäß mit Glasbeads von etwa einem halben Millimeter Durchmesser und hält das Gefäß einige Male für knapp eine Minute auf den Vortexer. Wie viel Energie der Vortexer hierbei auf die Kügelchen und die Zellsuspension überträgt, sieht man an der nicht zu unterschätzenden Wärmeentwicklung in den Tubes. Nicht ohne Grund sollte man diese zwischen den Vortex-Intervallen immer wieder auf Eis kühlen.

Weitaus spannender sind jedoch die Experimente, die Peter Lipkes Gruppe von der Brooklyn College City University in New York mit dem Vortexer durchführt. Lipke untersucht mit seinem Team die Struktur und Funktion von Zelladhäsions-Proteinen, die zum Beispiel auf der Oberfläche von Candida albicans die Wechselwirkung zwischen den Hefen und ihrem Wirt vermitteln und auch an der Bildung von Biofilmen beteiligt sind. Ein Protagonist bei diesen Prozessen ist das Adhäsionsprotein Als5p, das die Aggregation der C. albicans-Zellen untereinander steuert und auch bei ihrer Adhäsion an fremde Oberflächen eine gewichtige Rolle spielt.

Zupfen an Proteinen

Lipke vermutet, dass mechanische Zugkräfte, die auf Als5p oder andere Adhäsionsproteine einwirken, zu Adhäsionsprotein-Haufen (Clustern) führen, deren Oberflächenstrukturen Amyloidfasern ähneln. Die Ausbildung der Cluster steuert eine sogenannte ­Amyloid-formierende Sequenz, die an der Oberfläche der ­Adhäsionsproteine auftaucht, sobald eine äußere Kraft an der Proteinoberfläche zieht. Die Amyloid-Regionen der einzelnen Adhäsionsproteine interagieren hierauf miteinander und ballen sich zu Nanodomänen zusammen, die die Adhäsion an fremde oder eigene Oberflächen vermitteln.

Soweit Lipkes Theorie. Dass diese tatsächlich Sinn macht, bestätigten Experimente mit dem Rasterkraftmikroskop. Bei diesen zupften Lipkes Mitarbeiter mit dem winzigen Ausleger des Mikroskops an der Oberfläche von Asl5p und konnten die Clusterbildung hierdurch künstlich aktivieren. Es geht aber auch viel einfacher und ohne sündteures Rasterkraftmikroskop: In einem Mitte letzten Jahres veröffentlichten Paper beschreibt die Truppe um Lipke, dass ein simpler Vortexer genügt, um die Formierung der Adhäsionsprotein-Cluster auszulösen (Chan et al., PLoS ONE 10(6): e0129152).

Für ihre Vortex-Aktivierungsversuche exprimierten die New Yorker zunächst Als5p in Saccharomyces cerevisiae. Mit einem Aggregations-Assay, der auf BSA-bestückten Beads basiert, maßen sie anschließend die Aggregation des exprimierten ­Als5p und dessen Adhäsion an den Beads.

Lipkes Mitarbeiter verglichen hierbei Hefezellen, die fünf Minuten bei 2.500 Umdrehungen pro Minute mit einem ­Multi-Tube-Vortexer (Orbit 3.6 mm) gevortext wurden mit nicht-gevortexten Zellen (als Negativkontrollen dienten Zellen, die Als5p nicht exprimierten).

Adhäsin-Aktivierung mit Vortexer

Die resultierenden Ergebnisse sind verblüffend: Die gevortexten Zellen bildeten nicht nur größere Zellklumpen (Aggregate), sondern hafteten auch signifikant häufiger an den BSA-bestückten ­Beads. Schon eine Minute auf dem Vortexer genügte, um die Zahl der Zellen, die an die Beads binden, deutlich zu erhöhen.

In der Punktmutante­ Als5pV326N, die keine Amyloid-Fibrillen ausbilden kann, gelang die Aktivierung von Als5p durch Vortex-Mischen genauso wenig wie in Gegenwart von Farbstoffen, die die Amyloidbildung inhibieren. Lipke et al. sind sich deshalb sicher, dass die Bildung der ­Als5p-Cluster tatsächlich durch das ­Mischen mit dem Vortexer ausgelöst wird.

Die Gruppe vermutet, dass Als-Adhäsine generell auf mechanische Reize reagieren, die im Falle des Vortex-Mischens offensichtlich von Scherkräften innerhalb der Flüssigkeitswirbel herrühren. Die Als-Aktivierung mit dem Vortexer funktioniert auch in verdünnten Zellsuspensionen, Zell-Zell-Zusammenstöße sind deshalb als Auslöser eher unwahrscheinlich.

Erstaunlich, was man mit einem simplen Vortexer über das Geschehen in Zellen herausfinden kann – viel zu schade eigentlich, ihn nur zum Schütteln einzusetzen.

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(Erstveröffentlichung: H. Zähringer, Laborjournal 03/2016, Stand: Februar 2016, alle Angaben ohne Gewähr)




Letzte Änderungen: 01.03.2016


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