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Doppelt hält schlechter

Michael Bell


(13.06.2022) KAISERSLAUTERN: Tetraploide Zellen findet man häufig in Tumoren. Die überschüssigen Chromosomen bescheren den Zellen massive DNA-Schäden. Neue Daten zeigen: Proteinmangel lässt die Replikation aus dem Ruder laufen.

In der Tierwelt sind zwei Chromosomensätze die Regel, doch es gibt Abweichler. Man findet triploide Froscharten, tetraploide Forellen oder gar oktaploide Störe, die von jedem Chromosom acht Kopien in ihren Zellen tragen. Diese Tiere fanden offenbar im Laufe ihrer Evolution Mittel und Wege, mit der enormen Genladung umzugehen. Beim Menschen sieht das anders aus. Besitzt ein Embryo einzelne Chromosomen öfter als vorgesehen, ist die Überlebensrate gering. Liegt der ganze Chromosomensatz drei- oder gar viermal vor, liegt sie bei null.

Doch die Polyploidie tritt nicht nur bei der Meiose auf, wenn fehlerhafte Eizellen oder Spermien entstehen. Auch normale Körperzellen können tetraploid werden, etwa durch einen Prozess namens vollständige Genomduplikation (englisch Whole-Genome Duplication, WGD). Die WGD tritt während der Mitose auf und kann für die betroffene Zelle folgenschwer sein. Häufig teilen sich diese Zellen nämlich anschließend multipolar, es entstehen zum Beispiel drei Tochterzellen mit willkürlichen Chromosomensätzen. Aber auch innerhalb der Chromosomen kommt es zu deutlich mehr Mutationen und Anomalien – ein klares Zeichen für Genominstabilität. Da ist es kein Zufall, dass tetraploide Zellen oft in Tumoren und aggressivem kanzerösem Gewebe vorkommen. Doch wie genau die Tetraploidie das Genom dermaßen destabilisiert, ist bislang unklar.

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Illustr.: Juliet Merz

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Manipulierter Zellzyklus

Zuzana Storchová von der Technischen Universität in Kaiserslautern ist Expertin für chromosomale Abnormalitäten. In ihrer Doktorandenzeit erforschte die Molekularbiologin verschiedene Arten der DNA-Reparatur. Nach der Promotion verließ die gebürtige Tschechin die Karls-Universität in Prag und heuerte als Postdoc erst in Zürich und dann am Dana-Farber Cancer Institute in Boston, USA, an. Mit der Zeit änderte sich der Fokus der Forscherin, wie sie selbst beschreibt: „Es interessierte mich dann irgendwann weniger, wie die Zelle DNA-Schäden beheben kann, sondern wie sie mit den Konsequenzen lebt. Dabei stand bald auch die Mitose im Mittelpunkt und eben die WGD, die bei fehlerhafter Mitose auftreten kann und zur Tetraploidie führt.“ Seit 2008 erforscht Storchová chromosomale Anomalien und ihre Folgen in Deutschland, zuerst als Gruppenleiterin am Max-Planck-Institut für Biochemie in Martinsried und seit 2016 als Professorin für Molekulargenetik in Kaiserslautern.

Die neueste Studie der Molekularbiologin ist kürzlich in Nature erschienen (604: 146-51). Storchovás Team arbeitete mit einer Gruppe vom Institut Curie in Paris zusammen, geleitet von der Zellbiologin Renata Basto. Storchová erklärt, wie die deutsch-französische Kollaboration zustande kam: „Renata und ich kennen uns schon seit einigen Jahren, wir sind zuerst auf einer Konferenz ins Gespräch gekommen. Wir waren uns einig, dass wir die zellulären Vorgänge in tetraploiden Zellen gemeinsam unter die Lupe nehmen wollten. Es gab auch schon erste Daten in beiden Laboren.“ Doch zunächst lief nicht alles glatt, ein gemeinsamer Antrag auf Forschungsförderung wurde abgelehnt. Zum Glück, betont Storchová, habe man sich davon nicht abschrecken lassen und unbeirrt weitergemacht.

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Der jetzige Erfolg gibt den Forscherinnen recht, denn ihre Daten füllen eine Wissenslücke. Zwar ist schon länger bekannt, dass Tetraploidie nach einer WGD das Genom instabiler und damit anfälliger für Schäden macht. Doch wie genau das geschieht, war nicht ganz klar. Der Schlüssel hierfür war ein spezielles Zellmodell, das Storchovás Labor verwendet. Durch Zugabe bestimmter Substanzen kann das Forschungsteam den Zellzyklus der humanen Epithelzelllinie RPE-1 so manipulieren, dass es zur spontanen WGD kommt. Die Gruppe kann die WGD sogar durch drei verschiedene zelluläre Fehlfunktionen provozieren: Endoreplikation, Zytokinese-Ausfall oder das sogenannte Mitotic Slippage.

Ein kurzer Blick ins Zellbiologie-Lehrbuch hilft, die Manipulationen der Forscher nachzuvollziehen. Typischerweise unterteilt man den Zellzyklus in vier Phasen, die nacheinander ablaufen: die G1-, S-, G2- und M-Phase. Möchte eine Zelle sich teilen, so beginnt sie in der G1-Phase zu wachsen und ihre Zellorganellen zu vervielfältigen. In der darauffolgenden S-Phase tritt die DNA-Synthese auf den Plan, hier dupliziert die Zelle ihr Erbgut. Liegt das Genom schließlich in zweifacher Ausführung in der Zelle vor, gibt es in der G2-Phase einen erneuten Wachstumsschub, der dem der G1-Phase ähnelt. In der M-Phase teilt sich schließlich der Zellkern samt Chromosomen in zwei Tochterkerne auf (Mitose), die dann mitsamt den anderen vervielfältigten Zellorganellen auf die zwei entstehenden Tochterzellen verteilt werden (Zytokinese). Nun können die Tochterzellen entweder erneut in die G1-Phase eintreten und sich für eine zweite Runde Zellteilung vorbereiten, oder sie treten in die ruhende G0-Phase und teilen sich (vorerst) nicht mehr.

Storchová erläutert, wie ihre Methoden in den Zellzyklus eingreifen: „Bei der Endoreplikation überspringt die Zelle die M-Phase und geht direkt von G2 in G1 über. Für den Zytokinese-Ausfall unterbinden wir die Zellteilung in der M-Phase, wodurch die beiden Tochterkerne in einer gemeinsamen Zelle verbleiben. Die dritte Möglichkeit für die WGD ist, dass wir die Zelle künstlich in der Mitose arretieren. Macht man das lange genug, geht die Zelle irgendwann von allein in die G1-Phase über.“ Alle drei Szenarien sorgen also für doppelt so viel genetisches Material, das die Zelle in der nächsten S-Phase duplizieren muss. Und genau diese erste S-Phase nahmen Storchová und ihre Kollegen nun in den Blick. Aus gutem Grund, wie schnell klar wurde.

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Zuzana Storchová untersucht, wie die Tetraploidie das Genom destabilisiert. Foto: TUK/Koziel

Das Team machte DNA-Schäden in den tetraploiden Zellen mit einer Immunfärbung für das Histon H2AX sichtbar. Wenn H2AX phosphoryliert vorliegt (gamma-H2AX), ist das ein Indiz für Schäden wie etwa Doppelstrangbrüche im Genom. Nach dem ersten Zellzyklus sahen die Molekularbiologen nun große Mengen an gamma-H2AX im Vergleich zu diploiden Kontrollzellen in derselben Kultur. Ein weiterer Versuch verriet der Gruppe, dass die Schäden speziell in der S-Phase auftraten. Sie arretierte die Zellen pharmakologisch zwischen G1- und S-Phase und stellte wenig gamma-H2AX-Signal fest – ganz anders, wenn sie den Zyklus nach der S-Phase stoppte.

Viel hilft nicht immer viel

In der S-Phase repliziert die Zelle ihr komplettes Genom für die kommende M-Phase. Storchová und ihre Kollegen vermuteten, dass die Schäden während dieser Verdopplung entstehen könnten. Sie inhibierten daher mit verschiedenen Substanzen zentrale Enzyme der DNA-Replikation. Das Resultat war eindeutig: Wenn die Replikation ausfiel, gab es deutlich weniger gamma-H2AX. Die Probleme bei der Replikation waren sogar so gravierend, dass einzelne Chromosomen zehnmal oder gar noch öfter vorhanden waren, während andere nach der ersten S-Phase gar nicht repliziert wurden. Hinzu kamen chromosomale Anomalien wie Translokationen oder Deletionen. Offensichtlich war die Replikation völlig aus dem Ruder gelaufen. Storchová und Co. wiederholten alle Experimente und Analysen mit weiteren Zelllinien, um zellspezifische Effekte auszuschließen.

Doch was war das Problem? Wieso replizierten die Zellen nicht wie gehabt? Das Team hatte eine Vermutung. „Man sieht in Krebszellen, dass die Versorgung mit Nukleotiden oft ein Problem für polyploide Zellen darstellt“, erklärt die Molekularbiologin. „Der Polymerase geht also der Baustoff aus, was die Synthese unterbricht und zu Unregelmäßigkeiten und Fehlern führt. Daher haben wir zuerst versucht, die DNA-Schäden durch zusätzliche Nukleotide abzufedern.“ Doch zur Überraschung aller hatte die Basenzufuhr keinen positiven Effekt. Nukleotidmangel war also nicht der Grund für die missratene S-Phase.

Produktionsprobleme

Weitere Untersuchungen enthüllten das wahre Problem: Die tetraploiden Zellen schaffen es in der G1-Phase nicht, genügend Proteine für eine erfolgreiche Replikation zu produzieren. Konkret sind wichtige Transkriptionsfaktoren für die S-Phase in den tetraploiden Zellen nicht häufiger vor Ort als in ihren diploiden Nachbarzellen. Auf den ersten Blick ist das nachvollziehbar, immerhin ist die G1-Phase nicht länger als sonst und Proteine zu synthetisieren dauert. Gut möglich, dass die Zellen schlicht mit der Produktion nicht hinterherkommen. Storchová widerspricht: „Wir sehen in tetraploiden Zellen, die stabil sind und weitere Zellzyklen durchlaufen, keine längeren G1-Phasen. Die Zellen haben also kein Zeitproblem, auch wenn es auf den ersten Blick so aussieht.“

Warum die Proteinsynthese aber nicht wie gewollt anspringt, kann auch Storchová aktuell nicht beantworten. Bastos Gruppe in Paris schaffte es dennoch, die genetische Instabilität der Zellen nachhaltig zu verhindern. Sie exprimierte große Mengen von E2F1, einem zentralen Regulator der S-Phase, und sorgte damit für deutlich weniger DNA-Schäden in ihrem Zellmodell. Die Wissenschaftler konnten den positiven Effekt von E2F1 auch bei In-vivo-Experimenten mit Neuroblasten von Drosophila bestätigen.

Wie so oft in der Wissenschaft liefert die Studie von Basto, Storchová und ihren Co-Autoren nicht nur wegweisende Einblicke, sondern auch neue Fragen. Den Molekularbiologen war es gelungen, den ersten Zellzyklus der tetraploiden Zellen zu beleuchten und den wunden Punkt, nämlich die Proteinsynthese der G1-Phase, festzunageln. Die Daten zeigen erstmals, wie tiefgreifend der Karyotyp der Zellen in der ersten S-Phase durcheinandergewirbelt wird.

Doch was bedeutet all das für die Krebsforschung? Könnte man die G1-Proteinsynthese nicht auch in Tumoren durch E2F1 erhöhen? Die Grundlagenforscherin hält wenig von solchen Gedankenspielen. „Es war nicht der Sinn der Studie, nach Krebsmedikamenten zu fahnden“, so Storchová. „Das Ziel war es, besser zu verstehen, wie Tetraploidie an sich das Genom destabilisiert und diese massiven chromosomalen Abnormalitäten erzeugt. Dieses Ziel haben wir erreicht, was mich sehr stolz macht.“ Auf lange Sicht dürften die Erkenntnisse aber auch Therapien besser machen. Denn je mehr man über die Tetraploidie und ihre molekularen Folgen weiß, umso besser wird man auch die tetraploiden Tumore verstehen (und behandeln) können.