Info

Open Source, selbstgebaute Laborgeräte und die Maker-Szene in den Biowissenschaften

Von Daniel F. Gilbert, Erlangen


07.07.2020 Wenn kommerzielle Instrumente das Labor-Budget sprengen oder dringend benötigte Funktionen nicht enthalten, stellen viele Forscher die benötigten Geräte einfach selbst her. Dabei helfen ihnen Prinzipien und Werkzeuge aus der Maker- und Do-It-Yourself-Szene.

Die in vielen Laboren eingesetzte moderne Forschungsinfrastruktur ist nicht nur kostenintensiv. Die Geräte sind meist auch sperrig sowie schwer und nicht für den mobilen Einsatz geeignet. Zudem sind sie vielfach kompliziert zu handhaben und können häufig nur von speziell geschultem Personal bedient werden. Hinzu kommt, dass viele Instrumente nicht beliebig erweiterbar sind, um sie beispielsweise mit weiterer Hardware auszurüsten – die etwa für die Bearbeitung von Forschungsprojekten mit benutzerspezifischen Anforderungen nötig wäre.

e_20_17a
Foto: Pixabay/Didgeman; Montage: LJ

Aufgrund dieser Einschränkungen bleiben viele Laborgeräte nur gut ausgestatteten Forschungs-Einrichtungen vorbehalten. Kleinere Forschungsgruppen können Projekte, die moderne Geräte oder Instrumente erfordern, häufig nur zusammen mit Instituten durchführen, an denen die nötige Geräteinfrastruktur vorhanden ist. Der praktische Ablauf von Projekten wird hierdurch meist komplizierter, wodurch sie sich oftmals unnötig in die Länge ziehen. Findet sich kein Partner, etwa weil benötigte Geräte im näheren Umfeld nicht verfügbar oder vorhandene Kapazitäten bereits ausgeschöpft sind, muss man im schlimmsten Fall ganz auf die Realisierung einer Projektidee verzichten.

Von diesen Einschränkungen ist nicht nur die Forschung betroffen, sondern auch die akademische Lehre. So wird zum Beispiel in praktischen Kursen nur selten modernes Equipment eingesetzt. Dies hat zur Folge, dass Studierende sowohl etablierte als auch neuartige Technologien häufig nur aus der Literatur kennen. Erst in einer späten Phase des Studiums, beispielsweise während der Abschlussarbeit ihres Bachelor- oder Masterstudiums, bekommen sie Gelegenheit, mit modernen Laborgeräten zu arbeiten, um ihre theoretischen Kenntnisse zu vertiefen und praktische Erfahrung zu gewinnen.

Die schulische Bildung leidet unter diesem Problem noch weit mehr als die akademische Lehre. Dabei steckt in jedem Kind ein Wissenschaftler. Fragen zu stellen, ist die Essenz der Wissenschaft und auch ein besonderes Vorrecht von Kindern und jungen Menschen. Sie schon früh darin zu unterstützen, wie ein Wissenschaftler zu fragen, zu denken und zu arbeiten, kann einen nachhaltigen Beitrag zur wissenschaftlichen Ausbildung und zukünftigem Wohlstand leisten. Dazu ist es aber notwendig, Wissenschaft in die Schule zu bringen und die Schüler vor Ort für sie zu begeistern. Ohne entsprechende instrumentelle Ausstattung ist dies aber zumeist nicht möglich. Dies hat zur Konsequenz, dass jungen Menschen in aller Regel der direkte Zugang zu Forschungstechnologien verwehrt bleibt, wodurch auch der enge Austausch zwischen Forschenden und Schülern erschwert wird. Genau dies wäre aber nötig, um das Interesse an der Wissenschaft schon bei Schülern zu wecken und ihre Neugier sowie Kreativität zu fördern.

Wie kann es dennoch gelingen, auch unterfinanzierte Labore sowie akademische und schulische Lehre mit einer modernen Forschungsinfrastruktur auszustatten? Eine Lösung bieten sogenannte Rapid-Prototyping-Technologien, die insbesondere in der Maker- beziehungsweise Do-It-Yourself (DIY)-Szene eingesetzt werden. Zu diesen Techniken zählen additive 3D-Druckverfahren, Open-Source-Microcontroller-Boards sowie kostengünstige Bauteile aus dem Robotik- und Elektronikfachhandel. Die Maker-Szene stellt eine Vielzahl von Internet-Plattformen bereit, auf denen Konstruktionspläne für den 3D-Druck genauso zu finden sind, wie Schaltpläne von elektrischen Schaltkreisen oder Softwarecodes für die Programmierung von Microcomputern. In vielen deutschen Städten existieren mittlerweile sogenannte Fabrication Laboratories oder kurz Fab Labs. Diese für jedermann offenen Werkstätten stellen das Equipment für die computergesteuerte Fertigung zur Verfügung und ermöglichen für einen geringen finanziellen Beitrag, eigene Ideen in die Tat umzusetzen.

Mit diesen Maker-Tools sowie entsprechenden Rapid-Prototyping-Technologien können auch Wissenschaftler schnell und kostengünstig benutzerfreundliche Alternativen zu konventionellen Forschungsgeräten herstellen. Am Lehrstuhl für Medizinische Biotechnologie der Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg haben wir mithilfe von Rapid-Prototyping-Technologien in den vergangenen Jahren verschiedene Prototypen konstruiert und zum Teil mit Bauanleitungen in Open-Access-Journalen veröffentlicht.

Die Konzepte für die Konstruktion einzelner Bauteile wurden hierbei nicht jedes Mal neu entwickelt, sondern möglichst wiederverwendet, um Ressourcen zu sparen. Unser erstes bereits 2012 initiiertes Projekt war ein klimatisiertes Zeitraffer-Mikroskop, mit dem wir langsame dynamische Prozesse visualisierten. Dynamische biologische Phänomene finden in unserer Umgebung ständig statt. Hierzu gehören zum Beispiel die Migration, Proliferation und Morphogenese von Zellen, Geweben oder ganzen Organismen, die Anpassung von Lebewesen an veränderte Klima- oder Umweltbedingungen oder das Kristallwachstum. Weil sie sich auf mikroskopischer Ebene abspielen und sehr langsam sind, bleiben sie dem menschlichen Auge in der Regel verborgen. Die Visualisierung dieser Prozesse ermöglicht einen Blick in diese geheime aber äußerst faszinierende Welt.

In der biomedizinischen Grundlagenforschung werden langsame dynamische Prozesse mit der sogenannten Zeitraffermikroskopie aufgenommen. Kommerzielle Zeitraffermikroskope bestehen typischerweise aus zwei Hauptkomponenten: Einem optischen System sowie einem Inkubator für die Kultur biologischer Proben. Das optische System erstellt kontinuierlich in regelmäßigen Intervallen von Stunden, Tagen oder auch Wochen mikroskopische Aufnahmen der Proben. Die Messdaten aus hunderten oder tausenden Einzelbildern werden anschließend zu einem Zeitrafferfilm zusammengefasst, der die dynamischen Prozesse sichtbar macht.

Der Inkubator dient dazu, optimale Bedingungen für ein Experiment zu schaffen – zum Beispiel eine definierte Temperatur für das Überleben eines biologischen Organismus.

Neben diesen beiden Hauptkomponenten enthalten viele kommerzielle Zeitraffermikroskope weitere Bauteile, etwa einen motorisierten Probenhalter, um Proben zu scannen, sowie wechselbare Objektive und Filter für die Detektion von Fluoreszenz- oder Lumineszenz-Signalen.

e_20_17b
Foto: AdobeStock/ysbrandcosijn; Montage: LJ

Die umfassende Ausstattung ermöglicht ein breites Anwendungsspektrum, limitiert aber die Anwendungshäufigkeit: Aufgrund der vielen Funktionen sind die Systeme kompliziert zu bedienen und erfordern, beziehungsweise binden, hochqualifiziertes Personal für Betrieb und Wartung. Außerdem sind sie sehr schwer und in der Regel fest in Forschungslaboren installiert, die für die Öffentlichkeit aus Sicherheitsgründen zumeist nicht zugänglich sind. Hinzu kommt, dass die hohen Anschaffungs- und Wartungskosten ihre stärkere Verbreitung in der akademischen Forschung sowie in der schulischen oder akademischen Lehre verhindern.

Diese Einschränkungen gelten nicht für unser klimatisiertes Zeitraffermikroskop, das wir mittels Rapid-Prototyping-Techniken konstruierten. Es besteht aus zwei Ebenen: In der unteren befindet sich das Mikroskop, das wir mit einer modifizierten Webcam aufgebaut haben, die auf einem kleinen Positioniertisch montiert ist. Mithilfe des Positioniersystems können biologische Proben gescannt werden, die größer sind als das Gesichtsfeld des Mikroskops. In der oberen Plattform ist die Klimakammer untergebracht, in der biologische Proben wie zum Beispiel Zellen kultiviert werden können. Sie ist mit verschiedenen Sensoren ausgestattet, die zum Beispiel den CO2-Gehalt der Atmosphäre, Luftfeuchtigkeit und Temperatur messen. Als Lichtquellen für die Durchlicht- und Dunkelfeldbeleuchtung dienen Standard-LEDs.

Unser selbstgebautes Zeitraffermikroskop ist konventionellen kommerziellen Systemen hinsichtlich Tragbarkeit, Nutzerfreundlichkeit sowie Anschaffungs- und Wartungskosten überlegen. Es nimmt automatisch Zeitrafferbilder auf und ermöglicht, unbelebte oder biologische Proben bei unterschiedlichen Temperaturen zu erhalten oder zu kultivieren. Ein Beispielvideo einer Langzeitkultur mit humanen Nierenzellen (HEK293) ist unter https://vimeo.com/102333501 zu finden. Die Herstellung und Technik unseres Zeitraffermikroskops haben wir in einer Publikation ausführlich beschrieben [1].

Der Positioniertisch des tragbaren Zeitraffermikroskops diente als Vorlage für ein weiteres Positioniersystem, das wir für den Aufbau eines Screening-Roboters verwendeten. Der Roboter wird mit handelsüblichen 96- oder 384-Well-Platten betrieben. Wir nutzen ihn für Hochdurchsatzexperimente zur automatisierten Suche nach neuartigen Wirkstoffen oder für Toxizitätsanalysen. Die Details des Systems sowie eine Aufbauanleitung für den Positioniertisch finden sich in einem Fachartikel [2] sowie in einem Beitrag für Laborjournal [3]. Ein Video, das den Betrieb des Positioniertischs zeigt, ist unter https://vimeo.com/158813199 zu sehen.

Pipettierroboter für automatisiertes Liquid-Handling, die beispielsweise bei Hochdurchsatz-Screening-Experimenten oder für chromatographische Verfahren eingesetzt werden, sind meist sehr teuer. Mit weitaus geringerem Kostenaufwand stellten wir mit Rapid-Prototyping-Werkzeugen einen einfachen Pipettierroboter her. Nach dem Motto „Nicht verschwenden, wiederverwenden!“ recycelten wir in dem Gerät das von uns konzipierte und mehrfach genutzte Positioniersystem. Der Pipettierroboter basiert auf einem Positioniertisch für mehrere Multititerplatten sowie einer Pipettiereinheit, die Platz für eine 1-ml-Einwegspritze bietet. Er besteht hauptsächlich aus 3D-gedruckten Teilen, einigen Schrittmotoren, Kabeln sowie Sensoren und wird von einem Open-Source-Microcontroller gesteuert. Die Materialkosten betragen weniger als 300 Euro – der selbstgebaute Pipettierroboter ist damit etwa dreißigmal günstiger als herkömmliche Systeme.

Die additive Fertigung von Geweben mithilfe von 3D-Biodruckern gewinnt zunehmend an Bedeutung, etwa in der In-vitro-Wirkstoffforschung, der Lebensmittelindustrie oder der regenerativen Medizin. Durch die hohen Anschaffungskosten von mehreren zehn- bis hunderttausend Euro sind aber auch 3D-Biodrucker trotz ihres großen Einsatzspektrums und riesigen Potenzials bisher nur in wenigen, sehr gut ausgestatteten Laboren zu finden. Dass man diese Geräte auch mit begrenztem finanziellen Einsatz herstellen kann, demonstrierten wir anhand eines 3D-Biodruckers, der auf dem oben genannten Pipettierroboter sowie einem handelsüblichen 3D-Drucker basiert [4, 5]. Ein Video, das den Drucker bei der Arbeit zeigt, kann man unter https://vimeo.com/274482794 aufrufen.

Die Kommunikation zwischen Nervenzellen findet über elektrische oder chemische Signale statt, die in den Biowissenschaften unter anderem mithilfe von Mikroskopen untersucht werden. Hierbei nutzen die Forscher in der Regel spezielle Lab-Chips oder Kammern, an die hohe Anforderungen gestellt werden. So müssen diese zum Beispiel aus einem biokompatiblen Material gefertigt sein, damit die Zellen während der Untersuchung keinen giftigen Substanzen ausgesetzt sind, die sie schädigen und die Untersuchungsergebnisse verfälschen könnten. Zudem sollten sie für die elektrische Reizung mit Elektroden ausgestattet sein und bei chemischen Stimulationen Lösungswechsel erlauben, etwa mithilfe eines Perfusionssystems. Für die mikroskopische Untersuchung vor, während und nach der Stimulation sollten die Kammern auf der Unterseite ein Sichtfenster enthalten, das mit möglichst vielen Mikroskop-Typen kompatibel ist. Um Kontamination zu vermeiden, müssen wiederverwendbare Lab-Chips zudem einfach zu reinigen sein.

Diese vielfältigen Anforderungen verteuern kommerzielle Stimulationskammern enorm. Wir entwarfen Lab-Chips, die mit einem herkömmlichen 3D-Drucker sehr kostengünstig hergestellt werden können. Diese sind entweder für die elektrische Stimulation mit einem leitfähigen Filament versehen [6] oder enthalten ein Mikrofluidsystem, das chemische Stimulationen erlaubt [7]. Die Chips fertigten wir zu Kosten von weniger als einem Euro aus biokompatiblem Thermoplast.

Zusätzlich konstruierten wir ein Befestigungssystem für spezielle Kulturkammern, das wir ebenfalls mit einem 3D-Drucker realisierten [8]. Diese Kammern sind mit verschiedenen Sensoren ausgestattet, die eine Multiparameteranalyse von Zellen erlauben. Sie werden hauptsächlich für die Analyse der proliferativen Aktivität von Zellen bei Chemikalienprüfungen verwendet. Standardmäßig werden die Kammern in eine Vorrichtung eingesetzt, die nicht mit unserem Mikroskop kompatibel ist. Mithilfe der Halterungen konnten wir sie aber auch in unser System integrieren.

Molekularbiologen modifizieren Zellen meist genetisch, um die Funktionsweise von Proteinen zu untersuchen. Bei Zellen, die genetisches Material nur widerwillig aufnehmen, nutzen sie hierzu häufig die Elektroporation. Bei dieser werden Zellen, Gewebe oder auch ganze Organismen für Nano- bis Millisekunden-Bruchteile einem starken elektrischen Feld von wenigen hundert bis zu mehreren tausend Volt ausgesetzt. Hierdurch bilden sich Poren in der Membran, über die DNA in die Zelle eingeschleust wird. Kommerzielle Elektroporations-Geräte sind aber meist teuer, kompliziert zu bedienen und dazu auch noch sperrig. Wir entschlossen uns daher, mithilfe des Rapid-Prototypings einen kleinen, leichten portablen Elektroporator zu bauen, den wir entsprechend Portoporator nannten. Mit Materialkosten von etwa 130 Euro ist der Portoporator unschlagbar günstig und dazu auch noch einfach zu bedienen. Um seinen Nachbau zu erleichtern, haben wir eine vollständige Liste der Teile, einen elektrischen Schaltplan sowie ein Schritt-für-Schritt-Elektroporations-Protokoll veröffentlicht [9, 10].

Dies sind nur einige Beispiele von Laborgeräten, die wir an der FAU inzwischen mithilfe des Rapid-Prototypings realisierten. Sie verdeutlichen die Vielseitigkeit und das Potenzial des Rapid-Prototypings für die Biowissenschaften. Die zunehmende Zahl frei zugänglicher Open-Access-Zeitschriften und Plattformen, die den Austausch von Bauplänen für Open-Source-Laborgeräte und Verbrauchsmaterialien unterstützen, sind eine weitere Bestätigung dafür, dass die Maker-Szene zu einem integralen Bestandteil des Forschungsalltags geworden ist. Durch das Erschließen kostengünstiger Forschungsinfrastruktur trägt die DIY-Kultur aktiv zu vielen Projekten bei und fördert nachhaltig wissenschaftliche und gesellschaftliche Innovation.

Referenzen

[1] Walzik et al., „A Portable Low-Cost Long-Term Live-Cell Imaging Platform for Biomedical Research and Education“ Biosens. Bioelectron. 15 64: 639-49.

[2] Schneidereit et al., „Step-by-step Guide to Building an Inexpensive 3D Printed Motorized Positioning Stage for Automated High-Content Screening Microscopy“ Biosens. Bioelectron. 15 92: 472-81.

[3] Dominik Schneidereit & Daniel F. Gilbert, „Positioniertisch im Eigenbau“, Laborjournal 4/2017, 62-65. (Link)

[4] Kahl et al., „Ultra-Low-Cost 3D Bioprinting: Modification and Application of an Off-the-Shelf Desktop 3D-Printer for Biofabrication“ Front. Bioeng. Biotechnol. 7:184.

[5] Kahl et al., „3D-Biodrucker für 150 Euro“, Laborjournal 11/2019, 64-65. (Link)

[6] Schneidereit et al., 3D-Printed Reusable Cell Culture Chamber with Integrated Electrodes for Electrical Stimulation and Parallel Microscopic Evaluation. 3D Printing and Additive Manufacturing 5(2): 115-1252018.

[7] Aschenbrenner et al., „3D printed lab-on-a-chip platform for chemical stimulation and parallel analysis of ion channel function.“ Micromachines 10(8): 548.

[8] Gilbert et al.,“Proliferation characteristics of cells cultured under periodic versus static conditions.“ Cytotechnology 71(1): 443-52.

[9] Schmitt et al., „Portoporator©: A portable low-cost electroporation device for gene transfer to cultured cells in biotechnology, biomedical research and education.“ Biosensors and Bioelectronics, 131: 95-103.

[10] Schmitt et al., „Der Portoporator“, Laborjournal 12/2019, 56. (Link)



Zum Autor

Daniel F. Gilbert leitet an der Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg die Arbeitsgruppe Hochdurchsatzbiologie & Robophotonics. Mit Rapid-Prototyping-Techniken konstruiert er mit seinen Mitarbeitern Instrumente und Werkzeuge für die Analyse von High-Content-Imaging-Daten.


Letzte Änderungen: 07.07.2020

Diese Website benutzt Cookies. Wenn Sie unsere Website benutzen, stimmen Sie damit unserer Nutzung von Cookies zu. Zur ausführlichen Datenschutzinformation