Fehlermeldungen

29. Oktober 2018 von Laborjournal

(Im Zusammenhang mit den „Vertrackten Artefakten“ [siehe letzter Post unten] fiel uns ein, dass wir bereits vor knapp zwei Jahren das unten folgende Online-Editorial zu diesem Thema gebracht hatten. Allerdings ging es darin weniger um die beiden geschilderten Artefakte an sich, als vielmehr darum, wie unterschiedlich die Folgen für die Betroffenen sein können, wenn sie aus Unwissenheit darauf reinfallen…)

 

Aus Fehlern lernt man, heißt es. Doch gilt das auch in der Forschung? Hat der immer engere Wettbewerb um Stellen und Fördermittel nicht mittlerweile dafür gesorgt, dass das Forschungsgeschäft mit Fehlern ziemlich gnadenlos umgeht? Auch weil jede kleine Nachlässigkeit oder Schlamperei der wachsamen Kon­kurrenz potentielle und willkommene Angriffs­flä­chen bietet? Und wenn ja: Muss ein solcher „Geist“ nicht vor allem auf Kosten des wissenschaftlichen Nachwuchses gehen, der ja auch — vielleicht sogar gerade — durch Fehler lernen sollte?

Nehmen wir etwa den jungen Doktoranden M. Dieser versuchte vor einiger Zeit ein bestimmtes Membranprotein zu isolieren — und hatte offenbar Erfolg: Nach monatelanger „Putzerei“ präsentierte er in der entscheidenden Bahn des Proteingels eine Bande — und sonst keine. Chef und Doktorand zweifelten nicht: Das musste es sein. Zumal nach der heiligen Regel „n  3“ dieselbe Bande auch in den folgenden Wiederho­lun­gen zuverlässig übrig blieb.

Chef und Doktorand schrieben also ein Paper. Es wurde begutachtet und schließlich publiziert. Was dummerweise weder Doktorand noch Chef oder Gutachter wussten (letztere waren wohl schon zu lange „weg von der Bench“), fiel erfahrenen Proteinfärbern sofort auf: Die Bande entsprach exakt dem 68 kDa-Artefakt, das man oft nach Mercaptoethanol-Behandlung der Proteinprobe erhält.

Nur zwei Monate nach dessen Erscheinen zerpflückte Chefs Erzrivale das Paper in einer „Correspondence“ mit klarem Artefakt-Beweis. Frustriert und voller Scham schmiss M. seine Doktorarbeit hin.

Bei aller Härte am Ende doch gut für die Wissenschaft? Vielleicht.

Allerdings geht es auch ganz anders — wie das Beispiel der Doktorandin K. beweist, der einst ganz Ähnliches widerfuhr. Diese fiel auf ein Artefakt herein, das Ungeübten oft bei der Aufnahme neuronaler Signale mit Multielektrodenarrays droht. Und auch sie hatte ihre Ergebnisse frisch publiziert. Kurz darauf meldete sich einer der „Großkönige“ der neuronalen Ableitung telefonisch bei K.: „Gratuliere zum Paper. Allerdings scheint mir ein Schlüsselbefund nicht zu stimmen. Ich habe meinen Postdoc das Experiment nachmachen lassen — und er meint, Du hättest bei der Elektrodenmessung was vergessen…“

Sein Postdoc wiederum habe jedoch Wichtigeres zu tun, erklärte er weiter — weshalb es besser sei, wenn K. ihren Fehler selbst nachweisen würde. Anschließend weihte der Anrufer K. noch in einige weitere Geheimnisse und Fallstricke bei der Arbeit mit den entsprechenden Elektroden ein und skizzierte überdies noch, wie sie die „Richtigstellung“ seiner Meinung nach am geschicktesten angehen könne.

K. tat wie vorgeschlagen und veröffentlichte bald darauf die „Correction“ ihres eigenen Papers. Heute, über zwanzig Jahre später, gilt sie als herausragende Forscherin in ihrem Feld.

Wer weiß, so weit hätte M. womöglich auch kommen können…

Ralf Neumann

(Anmerkung: Die beiden Beispiele von K. und M. haben sich zwar nicht ganz genau so abgespielt, wie hier beschrieben — aber prinzipiell doch sehr ähnlich.)

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Vertrackte Artefakte

23. Oktober 2018 von Laborjournal

Kommt jemandem das folgende Szenario bekannt vor? Man hat eine Idee, macht entsprechende Experimente — und findet in seiner Probe tatsächlich die vermutete Struktur oder Aktivität. Klar, jetzt muss der „Fund“ weiter analysiert werden. Das geht auch einige Zeit gut, bis eines Tages das Reagenz X für die Probenvorbereitung ausgeht. Aus Kostengründen bestellt man dieses jetzt bei einem anderen Hersteller — und plötzlich ist alles weg.

Genau so eine Pleite erlebte ich vor langer Zeit. Konkret ging das damals so:

In Membranfraktionen von Keimlings-Sprossachsen hatte ich eine starke Bindeaktivität für das Pflanzenhormon Auxin aufgespürt. Das Signal im Zähler war eindeutig und kam zuverlässig mit jeder neuen Membranpräparation. Klar, das musste ein Auxin-Rezeptor sein. Also nichts wie ran und ihn reinigen!

Sofort lief alles nach Plan. Innerhalb kurzer Zeit hatte ich das vermeintliche „Bindeprotein“ aus der Membranfraktion isoliert und konnte die Auxin-Bindung auch in Lösung messen. Dabei störte mich auch anfangs nicht, dass die In-vitro-Bindung nur auftrat, wenn sich eine kleine Menge des Detergens Octyl-ß-D-glucosid im Inkubationsansatz befand. Schließlich sind Detergenzien zur Solubilisierung von Membranproteinen sowie deren Stabilisierung in Pufferlösung notwendig.

Als mein Detergens-Fläschchen fast leer war, bestellte ich den Nachschub diesmal billiger bei Sigma — und nicht wie zuvor bei Biomol. Und mit Sigma war die Bindeaktivität von einem Tag auf den anderen wie weggeblasen.

Es war offensichtlich: Der Wechsel des Detergens-Fläschchens ließ die schöne Bindeaktivität einfach verschwinden. Hatte ich tatsächlich monatelang mit einem Artefakt gearbeitet? Oder steckte doch eine angenehmere Erklärung dahinter?

Leider nicht. In mühsamer Kleinarbeit fügte ich die Mosaiksteinchen zusammen, und am Ende ergab sich das Bild eines fast schon kunstvollen Artefakts:

Das gereinigte “Bindeprotein” entpuppte sich als Peroxidase, die mit der Membranfraktion mitgereinigt wurde. Peroxidasen oxidieren in vitro nahezu alles, was nur irgendwie oxidierbar ist — so auch Auxin. Dabei entstehen als Zwischenprodukt hochreaktive Auxin-Radikale, die wiederum mit allem Möglichen Komplexe bilden können — beispielsweise auch mit Tensiden. Nun benutzen die Hersteller von Laborchemikalien häufig gewisse Tenside zur Reinigung der Laborgefäße vor ihrer Befüllung. Und tatsächlich konnte ich mit dem alten Fläschchen von Biomol nachweisen, dass es neben dem Detergens auch Reste dieser Reinigungs-Tenside enthielt.

Es waren also nicht Rezeptor und Ligand, die mich eine Bindung messen ließen, sondern Komplexe aus Auxin-Radikalen mit Tensiden. In meinen Experimenten täuschten sie eine Bindeaktivität vor, da die Bildung der Artefakt-Komplexe von der enzymatischen Umsetzung des Auxins durch die Peroxidase abhängig war. Kinetik und Sättigung sahen daher im Test wie die spezifische Bindung von Auxin an ein Rezeptorprotein aus.

Ziemlich frustrierend, wenn man monatelang glaubt, einer größeren Entdeckung auf der Spur zu sein — und dann auf diese Weise umso härter auf der Schnauze landet. Dabei gehören Artefakte zum Laboralltag wie Stechmücken zu lauen Sommerabenden. Dennoch spricht kaum jemand darüber, wälzt die dubiosen Gelbanden, merkwürdigen Sequenzen und sonderbaren Markersignale lieber in schlaflosen Nächten weiter durch den Kopf.

Sicher, die Kollegen mögen erstmal schmunzeln — oftmals eher hämisch als mitfühlend. Aber aufgeschrieben und gesammelt könnten mit solchen „Artefakt-Alarmen“ wichtige Erfahrungen an Laboranfänger weitergegeben werden. Wer weiß denn etwa schon, mit welchen Assays die oben geschilderten Reinigungs-Tenside womöglich noch interagieren? Teilt uns deshalb die kniffeligsten „Holzwege“ eures Forscherlebens mit, bevor auch andere sich dort schmerzhafte Splitter einfangen — entweder gleich hier im Blog oder via E-Mail an redaktion@laborjournal.de. Und wer dabei überdies nicht mit Sarkasmus und Selbstironie spart, dem spendiert die Redaktion womöglich einen Magenbitter…

Ralf Neumann

Foto: Fotolia / Schmutzler-Schaub

Wieder wankt ein wohlbekanntes Modell…

5. Oktober 2012 von Laborjournal

… und muss womöglich aus den Lehrbüchern gestrichen werden. Diesmal im Visier: die 30-nm-Chromatinfaser.

Im „Kompaktlexikon der Biologie“ auf wissenschaft-online.de steht etwa noch zur Chromatinstruktur (wie an vielen anderen Stellen auch):

Grundbausteine des Chromatins sind feine fädige, etwa 10 nm dicke Stränge, die Nucleofilamente oder Chromonemen, die aus einer Folge von Nucleosomen aufgebaut sind (Nucleosom). Die Nucleofilamente sind ihrerseits zu einer Überstruktur, der 30-nm-Chromatinfibrille, aufgeknäuelt, die schraubenförmig als Solenoid aufgewunden ist, sodass eine röhrenförmige Struktur entsteht.

Kanadische Forscher schauten jetzt mit neuester 3D-bildgebender Technik tief in intakte Mäusezellen hinein und fanden in den Zellkernen — … nirgendwo irgendwelche 30-nm-Fasern Diesen Beitrag weiterlesen »

Falsch positive Blindgänger

2. April 2012 von Laborjournal

Die größten Feinde der experimentellen Forschung sind „Falsch Positive“. Man kann gar nicht scharf genug darauf drängen, Bedingungen und Kontrollen der jeweiligen Untersuchung so stringent zu planen, dass diese lästigen „Trittbrettfahrer-Daten“ weitmöglichst ausgeschlossen werden können. Nicht zuletzt auch zum Selbstschutz. Schließlich ist es jedes Mal höchstpeinlich, wenn einem die Kollegen hinterher nachweisen, dass man in seinem Paper vor allem Artefakten auf den Leim gegangen ist.

Vor diesem Grund erstrahlt gerade ein Science-Paper aus dem Sommer letzten Jahres in ziemlich unangenehmem Scheinwerferlicht. Mit dem Titel „Widespread RNA and DNA Sequence Differences in the Human Transcriptome“ (Li et al., Science 333:53-58) schlug es damals äußerst geräuschvoll nicht nur in der RNA-Editing-Szene ein. Diesen Beitrag weiterlesen »

Zeig alles, was Du hast!

15. März 2011 von Laborjournal

Wie viele Bilder und Datensätze, die man beispielsweise während der Doktorarbeit produziert, landen niemals in einer Publikation — und bleiben damit der Community vorenthalten? Mit dieser Frage startet Mark Hahnels Text „FigShare: Publish All Your Data“ in The Postdocs Forum.

Was sich hinter FigShare verbirgt, erklärt Hahnel dann folgendermaßen:

FigShare started life as an idea for researchers to publish all of their data that would otherwise never leave their lab books.

Ein Online-Depot also, in dem Forscher die Daten zeigen können, die sie (noch) nicht wirklich publizieren können. Diesen Beitrag weiterlesen »

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